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                血液ctDNA-EGFR标准化检测,三个关键环节全掌∴握

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                楼主

                ? ? ? 小细胞肺癌(NSCLC)中EGFR基因突变状态与EGFR酪氨酸激酶抑制剂(EGFR-TKIs)疗效预测的相关性早已被证实,NSCLC治疗前需检测EGFR基因突变也已成共识。但是在临床实践中,首先,多数肺癌患者确诊时往往已到晚期,其中相当部分患者的肿瘤组织标本难以获取,导致无法进行EGFR检测;另外,部分患者肿瘤内EGFR基因突变的异质性使基于基因检测的靶向治疗决策变得∞更加困难;最后,我国的EGFR基因突变检测在肺癌患ぷ者中的受检率相对偏低,吉林肿瘤医院程颖教授在2017 WCLC会议报告上指出:相对于【欧美接近100%的检测率,中国北方三级甲等和肿瘤医院中,肺癌的EGFR检测率也∩仅仅只有46%。因此,针对临床实践中肿瘤组织检测的种种局限,探寻作为其补充或替代的其他生物标本进行EGFR基因检测具有重要临床意义,也有助于◤提高临床患者的总体EGFR基因受检率。


                近些年,以血液等为样本基础的液体活检技术飞速发展█。多项研究表明[1-3],大部分晚期◣NSCLC患者的血液中存在循环游离DNA(cfDNA)及循环肿瘤DNA(ctDNA);并且已有研究显示外周血ctDNA EGFR基因突变检测结果︻对EGFR-TKIs疗效有预测作用█[2,4-5]。因此,当肿瘤组织难以获取时,无创、易采集的血液检测就是组织EGFR基因突变分析合适的替代选择,并且血液检测在一定程度上能有效克服肿瘤异△质性,可实现无创实时动态检测等。


                标准化的检测流程是保障ctDNA-EGFR血液检测质量的前提,临床专家对●于血液检测应用规范问题也多有探讨,并于2015年12月8号在《中华医学杂⌒志》上发表了由吴一龙、王洁¤等教授整理的《非小细@胞肺癌血液EGFR基因检测中国专家共识》。其中,标本采集及处理、cfDNA的提取、EGFR突变检测是血液检测的三个重∴要环节。


                一、血液EGFR基因突变检测之标本采集及♀处理


                1、患者选择:研究显示,肿瘤¤分期越高,ctDNA检出率越高[6],即III或IV期的肿瘤患者血液中的ctDNA相较Ⅰ/Ⅱ期的患者含量▓更高,更容易被检√出。因此,为提高血∩液EGFR检出率,建议选择晚期患者。

                须知药物治疗过程中,EGFR突变情况以及ctDNA的浓度可能≡发生变化。如下图所示[7]

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                2、标本采集及分★离:全血中血浆和血清均能分离出ctDNA,但研㊣究显示,相对于血清标本,血浆中ctDNA有更高的检出率[8]。另外,对同一患者,血浆量越多所提取的DNA量就越多,其中含有的cfDNA量就越多,对检㊣测越有利[9],如下图所示:

                因此按照专家共识[10]建议采集10ml全血(可分离4-5ml血浆),采集完成后需温柔颠⊙倒混匀,以便】于抗凝剂或保护剂充分与血液接触。

                此时需根据使用的采血管类型(常规EDTA抗凝管/专用常温采血管)进行不同的后续◎操作。

                (1):用常规EDTA抗凝管采集全血后,为防止游♂离DNA的降解,避免野生型DNA背景的增加,建议两小时内以足够的离心力将全血充分低★温离心两次[11],分离出不含细胞成分的血浆,吸取操作如下图所示,分离出的血浆放置于-70℃冻存直至DNA抽提,或◥直接进入DNA抽提步骤(备注:离心前临时保存应暂放于2~8℃冷藏);

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                (2):用含◥有游离DNA保护剂及防细胞裂解保护剂的专用常温采血管采集后轻摇混匀,常温放置不超过≡5-7天,以足够的离心力将全血充分离心两次,分离出不含细胞成分的血浆,放置于-70℃冻存直至DNA抽提,或直◤接进入DNA抽提步骤。如果外送运输全血ㄨ,建议使用cfDNA专用常温采血管。


                禁用肝素抗凝管:由于肝素使得DNA抽提得率降低并在DNA提取过程中难以去除,肝素也会〇导致PCR效率降低,因此cfDNA检测血液采集禁用肝素抗凝管。


                3、血浆质量评价

                (1)血浆是否溶血:如发生严●重溶血,标本不可用,血红蛋白及其代谢产物可能抑制Taq酶活性,使PCR扩增效率明显降低。

                (2)血脂是否过高:血脂过高,使血ξ 浆呈乳白色,低密度脂蛋@白对荧光有屏蔽和吸收作用,故对PCR有干扰。


                二、血液EGFR基因突变检测之cfDNA提取


                10ml全血分离出的4-5ml血浆用于cfDNA的提取,目前可用于cfDNA提取的方法很♀多,有实验室自建方◆法,也有商用核酸提取试剂盒。建议采用国家药监部门批准的、大容量血浆游离DNA分离试剂♀盒。


                所提取的cfDNA建议马上使用,若不能立即进行后续检测而需』要储存cfDNA,首选-80℃冰箱冻存。若无-80℃冰箱,可选择-20℃保存,应尽可能缩短冻存时间,尽快进行》后续检测。冻存时注意密封Ψ 及标记完整,避免反复冻融。


                三、血液EGFR基因突变检测


                ,可通过血液ctDNA检测EGFR基因突变指导吉非替尼治疗。近期,CFDA更是通过创新医疗器械特别审批的方式,快速批准艾德生物(股票代码:300685)自主创新产品Super-ARMS? EGFR检测试剂盒(Super-ARMS技术№是在原有ADx-ARMS技术优势基础上,优化引物探针设计和反应体系,将检测灵敏度提升至0.2%,完全适用于对灵敏度要求更高的血液╱检测领域)用于血液ctDNA-EGFR基因突变的检测。由此可见,ctDNA-EGFR标准╲化检测的时代已经到来!


                为了降低假阳性概率,推荐使用经国家『药监部门批准的高敏感度的检测方法◇用于ctDNA样本的EGFR基因突变检测。专家共识中也指出,检测必须在具有资质的检测中心进行。检测方法必须进︽行严格的验证及质控。检测试剂须使∏用经CFDA批准的检测试剂盒。目前,检测基因突变最常用的方卐法是扩增阻〓遏突变系统(ARMS法),欧盟批准用于〓指导吉非替尼治疗的血液检测∩方法也是ARMS检测方法。而Super-ARMS?方法是CFDA批准用※于血浆中EGFR突变检测的敏感度最高的ARMS方法,其检测灵敏度可达0.2%。


                根据今年ESMO(欧◣洲临床肿瘤协会年会)大会上,上海肺科医院周彩存教授、广东卐省人民医院吴一龙教授等多位肺癌权威专家共同发布的AURA 17扩展研究数据可知[12],Super-ARMS? 技术检测血浆T790M突变的阳性检出率仅次于目前灵敏ζ度最高的ddPCR技术,更重要的是,Super-ARMS?技术检出的▂血液T790M突变阳性患者服务奥希→替尼的客观响应率(ORR)最高,高达64%,说明灵▅敏度0.2%的Super-ARMS?技术是临床血液ctDNA检测的最优选择,疗效预卐测的准确性最高,是血液检测临床应用〓的可靠技术。

                总之,血液EGFR突变检※测的标准化、合规化是保证检测准〖确率的核心,在减少操作流程对检测结果影响的前提下,选择经国ξ 家药监部门严格审批上市的检测产↙品和合规专业的检测机构也是至关重要的。


                参考文献:

                1、 Goto K, Ichinose Y, Ohe Y, et al., Epidermal growth factor receptor mutation status in circulating free DNA in serum: from IPASS, a phase III study of gefitinib or carboplatin/paclitaxel in non-small cell lung cancer[J]. J Thorac Oncol, 2012, 7(1):115-121.

                2、 Karachaliou N, Mayo-de las casas C, Queralt C, et al., Association of EGFR L858R Mutation in Circulating Free DNA With Survival in the EURTAC Trial[J]. JAMA Oncol, 2015,1(2):149-157.

                3、 Yung TK, Chan KC,Mok TS,et al., Single-molecule detection of epidermal growth factor receptor mutations in plasma by microfluidics digital PCR in non-small cell lung cancer patients[J].Clin Cancer Res,2009,15(6):2076-2084.

                4、 Bai H, Mao L,Wang HS,et al., Epidermal growth factor receptor mutations in plasma DNA samples predict tumor response in Chinese patients with stages IIIB to IV non-small-cell lung cancer[J].J Clin Oncol,2009,27(16):2653-2659.

                5、 Kimura H,Kasahara K,Kawaishi M,et al., Detection of epidermal growth factor receptor mutations in serum as a predictor of the response to gefitinib in patients with non-small-cell lung cancer[J].Clin Cancer Res,2006,12(13):3915-3921.

                6、 Bettegowda C,Sausen M,J. Leary R,et al., Detection of Circulating Tumor DNA in Early- and Late-Stage Human Malignancies[J].Sci Transl Med,2014, 6(224):224-247.

                7、 Zheng D,Ye X, Zhang MZ, Y. Sun, et al., Plasma EGFR T790M ctDNA status is associated with clinical outcome in advanced NSCLC patients with acquired EGFR-TKI resistance[J].Sci Rep.2016,6:20913-20921.

                8、 Vallée A, Marcq M,Bizieux A, et al.,Plasma is a better source of tumor-derived circulating cell-free DNA than serum for the detection of EGFR alterations in lung tumor patients[J].Lung Cancer,2013,82(2):373-374.

                9、 Sherwood JL,Corcoran C,Brown H, et al., Optimised Pre-Analytical Methods Improve KRAS Mutation Detection in Circulating Tumour DNA (ctDNA) from Patients with Non-Small Cell Lung Cancer (NSCLC)[J]. . PLoS ONE 11(2): e0150197.

                10、 非小细胞肺癌血液EGFR基因突变检测中国专家共识,中华医学杂志◇,2015,95(46):3721-3725.

                11、 EI Messaoudi S,Rolet F, Mouliere F,et al., Circulating cell free DNA: Preanalytical considerations[J].Clin Chim Acta,2013,424:222-230.

                12、 AURA 17 , ESMO 2017.



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